Инструкция по клинической и лабораторной диагностике кампилобактериоза

4. Лабораторная диагностика кампилобактериоза

Как видно из материала раздела 2, клиническая картина при кампилобактериозе не отличается четкостью и не дает оснований для создания надежной схемы дифференциальной клинической диагностики этого заболевания. Очевидно, в подобной ситуации лабораторной диагностике по праву отводится решающая роль, определяющая последующую терапевтическую и эпидемиологическую тактику.

Основным, наиболее надежным и наилучшим образом разработанным методом лабораторной диагностики кампилобактериоза является бактериологический метод исследования; микроскопический метод исследования, дающий вследствие низкой чувствительности значительное число ложноотрицательных результатов, может расцениваться лишь в качестве ориентировочного; серологический метод исследования в диагностике кампилобактериоза находится в нашей стране в стадии разработки. Биологический метод исследования и метод кожно-аллергических проб в диагностике кампилобактериоза не применяются.

4.1. Бактериологический метод исследования:

4.1.1. Материал для бактериологического исследования

У больных ОКЗ материалом для бактериологического исследования служат образцы нативных фекалий или содержимое прямой кишки, полученное путем ректального мазка. Среди клинических симптомов кампилобактериоза "сигнальным" является симптом гемоколита - именно наличие крови в стуле является абсолютным показанием к бактериологическому исследованию фекалий на кампилобактериоз. Забор материала следует производить в возможно более ранние сроки, желательно - до начала антибиотикотерапии; далее, в течение всего периода болезни - по показаниям к бактериологическому исследованию (появление крови в стуле, усиление или рецидив диареи, начало реконвалесценции).

Предметы ухода за больными, откуда осуществляется забор образцов нативных фекалий (подкладные судна, горшки и проч.), после дезинфекционной обработки следует тщательно промывать водой, дабы предотвратить бактерицидное действие общепринятых антисептиков на кампилобактеры, высокочувствительные к любому из них. Содержимое прямой кишки может быть получено путем ректального мазка с глубины не менее 8 см, выполненного с помощью петли с внутренним диаметром 0,8-1,0 см, изготовленной из алюминиевой проволоки диаметром 0,3-0,5 см, вмонтированной хвостовой частью в резиновую пробку (N 14,5) и помещенной в биологическую пробирку для стерилизации паром под давлением в режиме автоклава при 121°C и 1,1 атм. в течение 15 мин. При обследовании резервуаров бактериологическому исследованию подлежит материал, отобранный от заболевших или погибших животных: фекалии, фрагменты кишечника, а также образцы корма, воды, смывы с поддонов и проч.

4.1.2. Транспортировка и хранение проб

Если условия работы лечебного учреждения позволяют незамедлительно передавать отобранный исследуемый материал в лабораторию для бактериологического исследования, то применение транспортных средств не является обязательным: отобранные стерильным стеклянным инструментом или деревянным штапелем однократного применения в количестве 0,8-1,0 г в стерильные стеклянные флаконы образцы фекалий транспортируются в нативном состоянии; забор материала следует производить немедленно после дефекации. Допустимым является непродолжительное - не более 1 часа - хранение образцов нативных фекалий при 4°C в условиях отделения.

При необходимости транспортировки исследуемого материала в течение времени, превышающего 1 час с момента его забора, следует применять пробирочные транспортные среды: физиологический раствор хлористого натрия (срок хранения фекалий при комнатной температуре - 3-5 час), 0,1-процентную пептонную воду (3-48 час), тиогликолевую среду для контроля стерильности (КС) (до 3 суток). В любую из перечисленных транспортных сред, разлитую по пробиркам в объеме 3,0-5,0 мл, исследуемый материал помещается в соотношении с ней 1:3-1:5 (об./об.). Охлаждение до 4°C позволяет значительно удлинить сроки транспортировки образцов на транспортных средах: на физиологическом растворе - до 24 час, на 0,1-процентной пептонной воде - до 72 час, на среде КС - до 5-7 суток.

Ректальные мазки транспортируются только на транспортных средах наилучшим образом для этой цели служат агаризованная среда КС: здесь кампилобактер сохраняет жизнеспособность от 1 (без охлаждения) до 3 (с охлаждением) суток. Необходимо учесть, что проволочная петля, предназначенная для забора материала путем ректального мазка, изготовленная и простерилизованная, как это описано в п.4.1.1, помещается в пробирку с транспортной средой лишь после забора материала: попадание транспортной среды на слизистую прямой кишки недопустимо!

4.1.3. Подготовка исследуемого материала и техника первичного высева

Нативные фекалии подлежат немедленному бактериологическому исследованию или - при отсутствии такой возможности - помещению в подходящую транспортную среду с последующим хранением на холоде не более 72 час. Перед посевом нативные фекалии разводятся в соотношении 1:10 стерильным физиологическим раствором или 0,1-процентной пептонной водой и тщательно эмульгируются; аналогичным образом подготавливаются к посеву образцы, доставленные на той или иной транспортной среде.

Выделение чистых культур кампилобактера может осуществляться как традиционным способом - с помощью рассева широким штрихом, так и с помощью фильтров - последний способ основан на способности кампилобактера активно проникать через поры, диаметром более 0,45 мкм, фильтров различных систем. В первом случае 0,1 мл эмульсии фекалий наносится на поверхность той или иной селективной плотной питательной среды для выделения кампилобактера - железо-эритрит - кровяного агара (ЖЭКА) или селективного эритрит-агара (см. Приложение 3) - и рассевается по ее поверхности пентагональным штрихом либо равномерно растирается стеклянным шпателем. Во втором случае могут быть использованы фильтры двух систем - мембранные и ядерные (см. Приложение 3), уложенные на поверхность либо питательной среды ЖЭКА (не содержащей селективной смеси антибиотиков!), либо питательной среды на основе эритрит-агара с бактериологическим углем, также не содержащей антибиотиков. При использовании мембранных фильтров "Владипор" N 6 с диаметром пор 0,55-0,65 мкм, уложенных по три на поверхность той или иной питательной среды, техника посева заключается в следующем: на поверхность каждого фильтра стерильной, тонко оттянутой в пламени горелки пипеткой Пастера наносятся 4-5 капель эмульсии одного и того же образца фекалий таким образом, чтобы посевной материал не затекал за края фильтра; очевидно, что на одну чашку может быть высеян материал трех исследуемых образцов. После экспозиции в течение 30 мин при 37°C фильтры удаляются с поверхности питательной среды, и посевы подлежат инкубации (см. раздел 4.1.4). При использовании ядерных фильтров на поверхность питательной среды того или иного состава рекомендуется укладывать две пары фильтров - с порами диаметром 0,45 и 0,55 мкм соответственно. Поверхность каждого фильтра инокулируется описанным выше способом 1 каплей материала эмульсии фекалий; очевидно, что на одну чашку может быть высеян материал одного исследуемого образца. Посевы подлежат инкубации (см. раздел 4.1.4) после экспозиции в течение 15-20 мин при комнатной температуре и удаления фильтров с поверхности питательной среды. При использовании для выделения чистых культур кампилобактера фильтров обоих типов следует учитывать (главным образом, при выборе транспортной среды), что подвижность кампилобактера в значительной степени угнетается на средах с содержанием агара, превышающим 0,06 проц.